①瞬時表達：在轉染后48～60h收獲細胞，進行RNA或DNA雜交分析。新合成的蛋白質可以用放射免疫測定Western印跡，體內代謝標記－免疫沉淀或者細胞提取液中酶活性的測定等方法來進行分析，如果測定中有重復品或者轉染細胞要經過多種不同條件或在一段時間歷程以內取不同時間進行處理，就要避免皿與培養皿之間轉染效率的偏差。在這些情況下，最好轉染大片的單層細胞（90mm培養皿），培養24h后用胰蛋白酶進行消化，再分接到若干較小的培養皿上。
②穩定轉化：在非選擇性培養基中培養18～24h，使所轉移基因得到表達之后，用胰蛋白酶消化細胞，種入適當的選擇性培養基中。這種培養基在2～3周內每2～4d須更換1次，以便除去死細胞殘骸并使抗性細胞集落得以生長。
可以克隆單個細胞集落，增殖后進行測定。可以用冰預冷的甲醇將仍保留在培養皿內的細胞固定15min，再于室溫用10%Giemsa染色15min，最后用自來水沖洗，這樣即可得到細胞集落數的永久記錄。Giemsa染液可用PBS或水現用現配，并用Whatman 1號濾紙過濾。
重新接種細胞以便取得分隔良好的細胞集落所要求稀釋倍數，主要由穩定轉化的效率來決定。這一效率可以相差若干個數量級，它起決于：a.受體細胞的型別（即使同一細胞系，克隆不同或傳代數不同，也表現出顯著差異）；b.導入基因的特性及其轉錄調控信號強弱；c.轉染中所用供體DNA的量。