實驗原理：
聚合酶鏈式反應（PCR，polymerase chain
reaction）實質是體內DNA復制的體外模擬。當雙鏈DNA變性為單鏈以后，DNA聚合酶以單鏈DNA為模版，并利用反應混合物中的四種dNTP，以與模板互補的寡聚核苷酸鏈為引物，合成新的DNA互補鏈。新合成的DNA鏈的起點，由加入在反應混合物中的一對寡聚核苷酸引物在模板DNA鏈兩端的結合點決定，經過PCR的循環即模板DNA變性為單鏈、引物與模板退火（雜交）、DNA合成三步驟的反復重復，最后，兩條引物結合位點之間的DNA區段的拷貝數在理論上可擴增達2n，使特定的DNA區段得到迅速、大量的擴增。經過30~35個循環，可將2kb的DNA從1pg擴增到0.5-1μg，能夠通過瓊脂糖凝膠電泳檢測出來。
轉基因植物由于含有目的基因，當用針對目的基因來說為特異的一對寡聚核苷酸鏈作為引物，對其總DNA作PCR時，可以得到特異性產物（目的基因），而非轉基因植物的總DNA不會擴增出特異性產物。
一、 材料
待擴增的基因樣品
二、 設備
基因擴增儀(PCR儀)，臺式離心機，電泳儀，紫外監測儀
三、 器皿
微量移液器，微量離心管（0.5ml），微量吸頭（Tip頭），電泳槽
四、 試劑
Taq酶，dNPT，10×Taq酶buffer，特異寡聚核苷酸引物（primer），模板DNA，無菌去離子水，無菌礦物質油，瓊脂糖，溴酚蘭指示劑。
五、 方法
1、在0.5ml無菌Eppendorf管中，分別以被檢測植物的總DNA、陰性對照、陽性對照DNA為模板，進行PCR擴增反應，并設置兩個空白對照：沒有DNA和沒有引物的。
向各管中依次加入下列試劑（總的反應體積為50μl）：
無菌去離子水 33~32μl
1xTaq緩沖液 5μl
dNTP（各2.5mmol/μl） 5μl
引物R（20pmol/μl） 2.5μl
引物F（20pmol/μl） 2.5μl
模板DNA 1~2μl（含質粒DNA0.01~0.1μg或含植物總DNA0.05~0.5μg）
將以上各試劑（Taq酶除外）混勻后于94℃變性10min，取出離心管，快速離心幾秒鐘，使冷凝于管蓋上的液體回到管底部，再加入1μlTaqDNA聚合酶（約2~3U），混勻后吸取少量滅菌的礦物質油覆蓋于頁面上。使用待加熱帽的PCR儀時不必家礦物油。
2、設置PCR的循環程序，以下循環參數可作為參考：
98℃預變性2min；94℃變性30~60s；53~57℃退火1min；72℃延伸1~2min，循環25~35次后，72℃延伸10min（以保證擴增出來的片段都是全長的），擴增反應完全后，取樣品反應液5~50μl，用合適的瓊脂糖凝膠電泳檢測擴增的結果并照相。
提示：
1、防止污染：
由于PCR反應的高靈敏性，所以在操作中要嚴防環境DNA污染，全部器皿均要求滅菌，最好戴一次性手套進行操作，礦物油要分裝，一次用一支。為防止交叉污染，最好所有PCR試劑都事先分裝成小份備用。裝有PCR試劑的微量離心管打開之前，應先在離心機上作瞬時離心，這樣可減少污染機會。一般最后加模板DNA，且加樣時忌形成噴霧，所有非即用管都應蓋嚴。只要有可能，就應設置陽性對照（即由少量適當的靶序列參與的PCR）和一個空白對照（不含模板DNA的PCR），以檢測PCR反應系統是否正常。
2、反應系統組成
（1）引物在PCR中的濃度常是1μmol/L，這一濃度足以完成30個循環的擴增反應，更高濃度可能導致出現意外的非靶序列的的擴增。如果引物的濃度不足，則PCR的效率極低。
（2）Taq DNA聚合酶催化以典型的PCR反應所需酶量約為2U。酶量少，擴增效率低；酶過量，則可能導致非靶序列的擴增。
（3）dDNA系在飽和濃度（每種dDNA20μmol／L）下使用。
（4）靶序列：含有靶序列的DNA以單鏈或雙鏈形式加入到PCR混合液中。閉環靶序列DNA的擴增效率略低于線狀DNA，因此用質粒作反應模板時最好先將其線狀化。模板DNA中靶序列的濃度因情況而異，可按已知靶序列量遞減（1ng，0.1ng，0.01ng等）的方式設置一組對照反應，以檢測擴增反應的靈敏度是否符合要求。
3、一般來說，模板的作用量越多，PCR的效率相對也高一些，但有一定的限制，特別是在模板DNA質量不太好，雜質含量比較多時，模板增多反而會影響PCR的結果。
4、若PCR產物呈降解片段首先減少模板DNA用量。
5、PCR產物非特異性條帶較多應首先提高退火溫度，其次減少引物的用量。有時可以用首次PCR的產物為模板進行再次PCR以得到專一的特異性條帶。