流式細胞術，怎么處理樣本？

流式細胞術（Flow Cytometry，FCM）能夠快速測定細胞懸液中單個細胞的生物學性質，并可以對特定的細胞進行分選收集。廣泛用于細胞生物學，免疫學，遺傳學，基礎醫學等領域。接下來的 Protocol 中以小鼠的淋巴細胞為例進行細胞表面和胞內染色。

一. 試劑準備
Wash Buffer：PBS+1% FBS
破膜劑（ICS）：用雙蒸水配置 10 % Saponin（Sigma）。
破膜固定劑：將配好的 ICS 用 4% 多聚甲醛稀釋 100 倍
ICS Wash Buffer：將配好的 ICS 用 Wash Buffer 稀釋 100 倍。

二. 細胞表面染色
收集各組細胞，進行細胞計數，加入適量 Wash Buffer 液洗滌，1500 rpm 離心 5 min，去上清，加入 50 μl Wash Buffer 重懸。
（可選）Live dead 染色，每管加 0.1 μL Zombie GreenTM Dye（樣品多時使用時可先稀釋），震蕩混勻，室溫避光孵育 10～15 min。Wash Buffer 液洗滌，1 500 rpm 離心 5 min，棄上清。
封閉 Fc 受體：每管中加入 1 μg/106 細胞 Anti-Mouse CD16/CD32 抗體封閉熒光抗體 Fc 受體引起的非特異性染色。震蕩混勻，4℃ 孵育 30 min（或室溫避光 15 min）。Wash Buffer 液洗滌，1 500 rpm，離心 5 min，棄上清。
用適量體積 Wash Buffer 液重懸每個樣本，將各組細胞等細胞數混合后分裝到單染管和不染抗體管，作為流式檢測時調節電壓。
單染管中加入相應表面染色抗體，同時在每個樣本中加入 1 μL percp CD3/106 細胞和 0.5 μL PE CD4/106 細胞，震蕩混勻，4℃ 避光孵育 30 min（或室溫避光 15 min）。
用 Wash Buffer 液洗滌，1500 rpm 離心 5 min，棄上清。
打孔或者加入 200 μL 1% PFA（多聚甲醛）固定過夜。

三. 胞內染色
將全部管細胞固定打孔。每管加入 150 μL 固定破膜劑，震蕩混勻，4℃ 避光孵育 20 min。
ICS Wash Buffer 液洗滌，用法同 Wash Buffer 液。
在相應的需要進行胞內染色的樣本中加入適當量胞內染色抗體（如 APC IFN-γ抗體），4℃ 孵育 30 min 或室溫避光孵育 15 min。ICS Wash Buffe 液洗滌，1 500 rpm 離心 5 min。
棄離心上清液，根據實際情況加入 200 μL 或者 300 μL Wash Buffer 液重懸。
震蕩混勻，流式上機。

四. 注意事項
每一步離心倒掉上清時可以先在實驗臺上鋪幾層平板紙，傾倒上清后可吸掉管口的液體。
為了避免打孔劑對細胞形態的影響從而影響后續圈門影響實驗結果，所以不管是否需要胞內染色，每個樣本都需要打孔。
染色時抗體的加入量可根據實際情況調整，為避免抗體濃度對染色的影響，樣品染色體系不得大于 100 μL。為減少染色時加樣的誤差，可配置表面染色抗體稀釋液，雙染或多色染色可把多種抗體稀釋到一管中。按 10 μL 或 5 μL 體系，用 Wash Buffer 液稀釋。
為了避免游離抗體的結合出現假陽性，可洗滌兩次。
檢測的細胞量不能過少也不能過多，細胞太少檢測時樣本流量會增大影響變異系數，細胞過多，可能會導致抗體或染料相對不足，影響實驗結果。