（一）瑞氏染色法
1﹒原理
瑞氏（Wright）染液由酸性染料伊紅和堿性染料亞甲藍溶解于甲醇而成。不同的細胞因所含化學成分不同，對各種染料的親和力也不同，其中，堿性（陽離子）染料能與細胞內酸性物質，如核酸（DNA和RNA）、核蛋白、嗜堿性顆粒、中性顆粒等陰離子結合染成藍灰色。酸性（陰離子）染料能與細胞內堿性物質，如血紅蛋白、嗜酸性顆粒等陽離子結合染成橘紅色。
2﹒試劑
（1）瑞氏染液：
含瑞氏染料1.0g、純甲醇（AR級以上）600ml、甘油15ml。將全部染料放入清潔干燥的乳缽中，先加少量甲醇慢慢地研磨（至少30min），以使染料充分溶解，再加一些甲醇混勻，然后將溶解的部分倒入潔凈的棕色瓶內，乳缽內剩余的未溶解的染料，再加入少許甲醇細研，如此多次研磨，直至染料全部溶解，甲醇用完為止。再加15ml甘油密閉保存。
（2）磷酸鹽緩沖液（pH 6﹒4～6.8）：
含磷酸二氫鉀（K H2PO4）0.3g、磷酸氫二鈉（Na2HPO4）0.2g、蒸餾水加至1000ml。配好后用磷酸鹽溶液校正pH，塞緊瓶口貯存。如無緩沖液可用新鮮蒸餾水代替。
3﹒操作
（1）畫線：
待血涂片干透后，用蠟筆在兩端畫線，以防染色時染液外溢。
（2）加染色：
將玻片平置于染色架上，滴加染液（Ⅰ液）3～5滴，使其迅速蓋滿血涂片。
（3）加緩沖液：
約0.5～1min后，滴加等量或稍多的緩沖液（Ⅱ液），輕輕搖動玻片或用吸球對準血涂片吹氣，使染液充分混合。
（4）沖洗玻片：
5～10min后用流水沖去染液，待干。
方法學評價
1﹒干擾因素
（1）標本部位：
不能采用的標本：①示指或拇指血液。②感染部位血液，如甲溝炎。③耳垂部位血液，含單核細胞太多。不能使用肝素抗凝標本。
（2）載片質量：
要制備良好的血細胞涂片，玻片必須清潔、干燥、無塵。新玻片應在清潔液中浸泡過夜或已用過的玻片應在60℃清潔液中加熱20min，然后用水沖洗，最后用蒸餾水沖洗。邊緣破碎、表面有劃痕的玻片不能再用。使用玻片時，只能手持玻片邊緣，切勿觸及玻片表面，以保持玻片清潔、干燥、中性和無油膩。
（3）涂片質量：
①干燥性：干透后方可固定染色，否則細胞尚未牢固地吸附在玻片上，在染色過程中容易脫落。②血膜分布：低倍鏡下觀察血涂片應厚薄適宜，細胞不重疊，頭尾及兩側有一定空隙，一些體積大的特殊細胞常在血涂片尾部出現。如有可能，干燥后血涂片先用中性樹膠封片后再觀察，不僅能長期保存血涂片，而且觀察效果更佳。
（4）染液質量：
新鮮配制的染液偏堿，染色效果較差，經在室溫下貯存一定時間，亞甲藍逐漸轉變為天青B后方可使用，這一過程稱染料成熟。放置時間愈久，天青愈多，染色效果愈好，但必須蓋嚴瓶口，以免甲醇揮發或氧化成甲酸。甲醇必須用AR（無丙酮）。染液中也可加中性甘油3ml，防止甲醇揮發，使細胞染色較清晰。
（5）操作規范：
應規范操作，操作不當會影響血片質量。
血片染色操作不當后果
2﹒質量保證
（1）涂片制作：
質量不佳包括：①不規則間斷和尾部太長，因推片污染、推片速度不連續、載玻片太臟造成。②有空洞，因載玻片污染脂肪、油脂造成。③白細胞和血小板尾部分布不規則，因制片技術差造成。④涂片太長或太短，因推片角度不佳造成。⑤涂片沒有尾部，因血滴太大造成。⑥涂片很短：因血滴太小造成。⑦涂片沒有邊緣空隙，因推片太寬造成。⑧有細胞退變現象，因固定延遲、固定時間太短、甲醇污染造成。
（2）涂片厚度：
影響因素包括：①血滴大、血黏度高、推片角度大、推片速度快則血涂片厚，反之則血涂片薄。②對血細胞比容高、血黏度高患者應采用小血滴、小角度、慢推，而貧血患者則應采用大血滴、大角度、快推。③推片時如用力過猛，白細胞容易破損。
（3）染色色澤：
質量不佳包括：①太藍，因涂片太厚、沖洗時間太短、中性水pH太高、染色時間太長、稀釋染液重復使用、貯存染液暴露于陽光造成。②太紅，因沖洗時間太長、中性水pH太低、貯存染液質量不佳、涂片干燥前加封片造成。③太淡，因染色時間太短、沖洗時間太長造成。④染料沉積，因染料沉淀、染液未過濾、涂片太臟造成。⑤藍色背景，因固定不當、涂片未固定貯存過久、使用肝素抗凝劑造成。
（4）染色時間：
染色需要時間的長短與染液濃度、室溫及細胞量有關。染液淡、室溫低、細胞多則染色時間長；反之，可減少染色時間。必要時可增加染液量或延長時間。沖洗前，應先在低倍鏡下觀察有核細胞是否染色清楚，核質是否分明。每批染色液和緩沖液均需試染，以便掌握染色時間和加緩沖液比例。血細胞中各種有機物質，特別是蛋白質，對染色環境中氫離子濃度十分敏感。染色環境偏酸，增強伊紅著色，紅細胞、嗜酸性粒細胞染色偏紅，核呈淡藍色或不著色；染色環境偏堿，增強天青著色，所有細胞呈灰藍色，嗜酸性顆粒呈暗褐，甚至棕黑色；中性顆粒偏粗呈紫黑色，故應使用新鮮配置的中性水。如血涂片上有染料顆粒沉積，可用甲醇沖洗2次，并立即用水沖掉甲醇，待干后復染。染色太藍，在含1%硼酸95%乙醇溶液沖洗2次，用中性水沖洗，待干鏡檢。染色過淡，可以復染。復染時應先加緩沖液，創造良好染色環境后加染液，或加染液與緩沖液混合液，不可先加染液。
瑞‐吉染色法 瑞‐吉染色法
1﹒原理
瑞‐吉染色法（Wright‐Giemsa stain）與瑞氏染色法基本相同。吉姆薩染色法提高了噻嗪染料的質量，加強了天青的作用，對細胞核和寄生蟲著色較好，結構顯示清晰，而胞質和中性顆粒則著色較差。
2﹒試劑
（1）Ⅰ液：
含瑞氏染料1g、吉姆薩染料0.3g、甲醇500ml、中性甘油10ml。將瑞氏染料和吉姆薩染料置潔凈研缽中，加少量甲醇，研磨片刻，再吸出上液。如此連續幾次，共用甲醇500ml。收集于棕色玻璃瓶中，每天早、晚各搖3min，共5d，以后存放1周即能使用。
（2）Ⅱ液：
即磷酸鹽緩沖液（pH 6﹒4～6.8）。包含無水磷酸二氫鉀6.64g、無水磷酸氫二鈉2.56g，加少量蒸餾水溶解，用磷酸鹽調整pH，加水至1000ml。
3﹒操作
操作步驟同瑞氏染色法，只是染色時將瑞‐吉復合染液Ⅰ液和Ⅱ液替代瑞氏染液和磷酸鹽緩沖液。