（二）反應液污染
可采用下列方法之一處理：
1. DNase I法：PCR混合液（未加模板和Taq聚合酶）加入0.5U DNase I，室溫反應30 min后加熱滅活，然后加入模板和Taq聚合酶進行正常PCR擴增。該方法的優點是不需要知道污染DNA的序列；
2. 內切酶法：選擇識別4個堿基的內切酶（如Msp I和Taq I等），可同時選擇幾種，以克服用一種酶只能識別特定序列的缺陷，室溫作用1h 后加熱滅活進行PCR；
3. 紫外照射法：未加模板和Taq聚合酶的PCR混合液進行紫外照射，注意事項與方法同上述UV照射法；
4. g射線輻射法：1.5kGy的輻射可完全破壞0.1ng基因組DNA，2.0 kGy可破壞104拷貝的質粒分子，4.0 kGy仍不影響PCR，但高于此限度會使PCR擴增效率下降。引物可受照射而不影響PCR，g射線是通過水的離子化產生自由基來破壞DNA的。
（三）尿嘧啶糖苷酶（UNG）法
由于UV照射的去污染作用對500bp以下的片段效果不好，而臨床用于檢測的PCR擴增片段通常為300bp左右，因此UNG的預防作用日益受到重視和肯定。
1. 原理：在PCR產物或引物中用dU 代替dT。這種dU化的PCR產物與UNG一起孵育，因UDG可裂解尿嘧啶堿基和糖磷酸骨架間的N-糖基鍵，可除去dU而阻止TaqDNA聚合酶的延伸，從而失去被再擴增的能力。UNG對不含dU的模板無任何影響。UNG可從單或雙鏈DNA中消除尿嘧啶，而對RNA中的尿嘧啶和單一尿嘧啶分子則無任何作用。
2. dUTP法：用dUTP代替dTTP，使產物中摻入大量dU。在再次進行PCR擴增前，用UNG處理PCR混合液即可消除PCR產物的殘留污染。由于UNG在PCR循環中的變性一步便可被滅活，因此不會影響含dU的新的PCR產物。
3. dU引物法：合成引物時以dU 代dT，這樣PCR產物中僅5ˊ端帶dU。UNG處理后，引物失去了結合位點而不能擴增。對長片段（1-2kb以上）的擴增用dUTP法效率較用dTTP低，而用dU法就可克服這一缺點。dU引物最好將dU設計在3ˊ端或近ˊ端。該法僅能用于引物以外試劑的處理。
4. 優點：可以去除任何來源的污染；UNG處理可以和PCR擴增在同一個反應管內進行；由于擴增產物中有大量dU存在，可徹底消除污染源。
5. 需注意的是摻入dUTP的DNA不應對產物的任何操作有影響，在進行PCR產物克隆時，應該轉化UNG-（UNG缺陷）大腸桿菌受體菌，否則轉化產物會被受體菌UNG消化掉。
（四） 固相捕獲法
用于去除標本中污染的核酸和雜質，原理如下：1）用一生物素標記的單鏈RNA探針與待擴核酸雜交，雜交區域是非擴增區；2）用包被鏈霉親和素的固相載體來捕獲帶有生物素探針的雜交核酸，通過漂洗可去除污染的擴增產物和雜質；3）洗脫靶分子后用特異引物擴增非RNA探針雜交區域。第2）步的漂洗后可用PCR檢測以確定標本是否被擴增產物或重組質粒污染。
（五）RS-PCR法（RNA-specific PCR）
也稱為鏈特異性PCR，主要指用于RNA模板的特異性PCR法，該法可明顯降低假陽性而不影響PCR的敏感性。其關鍵在于設計引物，逆轉錄引物的3ˊ端（A區）有2 0個核苷酸左右為模板的特異性互不序列，5ˊ端2 0個核苷酸（C區）為附加修飾堿基。與mRNA逆轉錄后，經超速離心使 cDNA與多余引物分開，再用和第二引物（C）以第一鏈cDNA為模板合成第二鏈cDNA，以后的PCR循環中用逆轉錄引物的B區和引物C進行擴增加尾cDNA，而污染的DNA或質粒DNA才不會被擴增。
（六）抗污染引物法
該對引物擴增時通過病毒DNA克隆如入質粒的位點。這一區域只存在完整的原病毒中，在重組質粒中，這一區域分成兩個區域與克隆位點被。如果重組質粒污染了標本，也不能擴增出任何條帶，即使出現了擴增帶，其大小也與預期的不同。只有原病毒DNA才能被引物擴增，因此只要出現預期大小的擴增帶就可以證明標本是陽性的，該法試用于環狀靶分子系列。
四．其它PCR檢測方法：
（一） 兩步法：是指在用套式PCR方法擴增某些含量低微的標本時，兩對引物在同一個管中以簡化步驟，減少污染。通常第一步進行20-25個循環，擴增外引物片段；第二步再進行10個循環，擴增內引物片段。兩步法對內外引物的Tm值有特殊要求，即內外引物的退火溫度高（如68℃），在此溫度下內引物不與模板退火，然后降低退火溫度（至55℃）再擴增內引物片段，這樣，在操作過程中，僅打開PCR反應管一次，大大減少了污染的可能性。
（二） 熒光法：亦稱熒光PCR技術（fluoresence PCR, F-PCR），是1995年由美國PE公司首先研制成功的，它融匯了PCR的靈敏性、DNA雜交的特異性和光譜技術精確定量的優點，電腦同步跟蹤，數據自動化處理，直接探測PCR過程中的變化以獲得定量的結果，不需要做PCR后處理或檢測，完全閉管操作。探針標記除用TET和FAM外，還可用HEX、JOE作為報告熒光，3′端的淬滅基團常用TAMRA。在探針保持完整時，熒光報告基團的熒光被熒光抑制基團淬滅，而在探針被切斷后，熒光報告基團才發出報告熒光，且熒光的強度與PCR產物的數量呈正比。熒光檢測儀器透過PCR管壁能直接檢測到熒光信號的波長和長度變化。
主要有以下優點：
1.探針特異性強，假陽性率低；
2.操作快速，不需要PCR后處理；
3.定量范圍寬，HBV 0.4fg-4000fg/ml(102-106 Dane′s particle/ml)；
4.閉管操作，PCR產物污染少；
5.靈敏度高。
主要方法有：
1..熒光探針法：進行熒光PCR檢測時，要求熒光探針必須完全與靶基因互補，長度以20-30個堿基為宜，必要時3′端磷酸化封閉，以防在擴增時作為引物延伸。該方法利用Taq酶的3′→5′聚合酶活性及5′→3′外切酶活性，可以在鏈延伸過程中實現鏈替換，并將被替換的探針切斷，故可進行定性與定量檢測。
熒光探針5′端標記的TAMRA，在480nm激發下產生530nm的紅色熒光；3′端標記的FAM，激發后產生綠色熒光。PE公司推出的TaqMan系統，即采用雙熒光探針，如配合使用PCR擴增與熒光檢測合二為一的儀器，可進行實時（real-time）定量檢測。
2．分子信標法：分子信標（molecular beacon）是一個發夾樣結構的特異探針，其環狀部分與靶序列互補。在室溫時，分子信標的發夾緊閉，熒光淬滅。PCR擴增時，隨著溫度升高，發夾松開，與單鏈模板特異結合，發出熒光。熒光強度與模板呈正比，故可用于PCR產物的定性及定量。
總之，人類在邁入廿一世紀中即將出現若干的突破，生物醫學便是其中重要的一項。在過去三、四十年耒，像PCR這樣影響深遠的技術實在很難找到。它的震撼, 除了眾多的得獎外(包括諾貝爾獎),更在于它的可塑性、修飾性及全方位的運用。未來的生物醫學領域中，它也必定繼續扮演舉足輕重的角色。